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Ein Vitamin ist per Definition ein organisches Molekül, das für die Gesundheit unerlässlich ist. Ein Mangel an Vitamin D wird mit Knochenleiden, chronischen Krankheiten, erhöhter Sterblichkeit und immunologischen Folgen in Verbindung gebracht [1]. Während wir Menschen die meisten Vitamine über die Nahrung aufnehmen, ist es schwierig, auf diese Weise seinen Bedarf an Vitamin D zu decken – es sei denn, man lebt in einem Land, in dem viele Lebensmittel mit Vitamin D angereichert sind.
Vitamin D wird beim Menschen hauptsächlich bei Bestrahlung der Haut mit Sonnenlicht erzeugt. Dies erfolgt konkret in den epidermalen Hautzellen, wenn dort bei einer Sonnenlichtexposition UV-B-Strahlen auf 7-Dehydrocholesterol (auch Provitamin D3 genannt) treffen. Der westliche Lebensstil geht tendenziell mit begrenzter Sonnenexposition einher – Gründe sind u.a. der Wunsch das Hautkrebsrisikos zu verringern und lange Verweilzeiten in Innenräumen. Infolgedessen wird in diesen Bevölkerungen häufig ein Mangel an dem im Serum zirkulierenden Vitamin-D-Standardmarker 25-Hydroxyvitamin D (25(OH)D) festgestellt. Berichten zufolge weisen 40,4 % der Europäer unzureichende Konzentrationen auf (definiert als 25(OH)D < 20 ng/ml) [2]. Hinzu kommt, dass in den Wintermonaten oft kaum Vitamin D durch UV-B-Strahlung generiert werden kann.
Ernährungswissenschaftler plädieren nachdrücklich dafür, Mikronährstoffe (Vitamine und Mineralstoffe) über die Nahrung aufzunehmen, da Lebensmittel in der Regel eine Vielzahl nützlicher Nährstoffe enthalten und genau deren synergetisches Zusammenwirken einen großen gesundheitlichen Nutzen bietet. Paradoxerweise gibt es nicht allzu viele Lebensmittel, die als Vitamin-D-Quellen dienen können – und diejenigen, die hier hilfreich wären, z.B. Fisch, Eier und Pilze, nehmen viele Menschen nicht tagtäglich zu sich. Die Verfügbarkeit von Lebensmitteln, die mit Vitamin D angereichert sind, ist von Land zu Land sehr unterschiedlich und in den Vereinigten Staaten größer als in Europa. Das Risiko eines Vitamin-D-Mangels wird also durch die Tatsache verstärkt, dass es nur wenige Nahrungsmittel gibt, die sich in die tägliche Ernährung integrieren lassen, um eine konstante Versorgung mit diesem Vitamin zu gewährleisten. Außerdem scheinen die meisten Quellen tierischen Ursprungs zu sein. Da immer mehr Menschen auf tierische Produkte verzichten und die Zahl der Vegetarier bzw. Veganer weltweit zunimmt, stehen diesen nur begrenzt viele Quellen zur Deckung ihres Vitamin-D-Bedarfs zur Verfügung. In Anbetracht des derzeitigen Wandels hin zu einer nachhaltigeren Ernährung und der ständig wachsenden Bevölkerungszahlen müssen mehr Nahrungsquellen für Vitamin D erschlossen werden, um den physiologischen Bedarf zu decken und die Abhängigkeit von der UV-B-Exposition zu verringern.
Der Stoffwechsel von Vitamin D ist in Abbildung 1 dargestellt. Beim Menschen wird das mittels Sonnenlichtes synthetisierte bzw. aus Nahrung oder Nahrungsergänzungsmitteln stammende Vitamin D3, fest gebunden an ein Vitamin-D-bindendes Protein, über den Blutkreislauf in die Leber transportiert. Dort findet der erste von zwei Hydroxylierungsschritten statt, bei dem 25(OH)D entsteht, das in Forschung und klinischer Praxis der Standardmarker ist (das Vitamin D2 aus Nahrungsergänzungsmitteln oder Lebensmitteln durchläuft diese Hydroxylierung ebenfalls in der Leber). Die zweite Hydroxylierung findet in den Nieren statt, wodurch der aktivste Vitamin-D-Metabolit entsteht, das 1,25-Dihydroxyvitamin D (1,25(OH)2D). Dieser Metabolit bindet sich an den Vitamin-D-Rezeptor (VDR), ein Mitglied der Superfamilie der Kernrezeptoren und im menschlichen Körper allgegenwärtig. Interessanterweise konnte nachgewiesen werden, dass die Blätter zweier Pflanzen, Solanum malacoxylon [3] und Cestrum diurnum [4], die beiden hydroxylierten Metaboliten 25(OH)D3 und 1,25(OH)2D3 in sowohl der freien als auch der glykosidischen Form enthalten, und darüber hinaus auch die für diese Hydroxylierungsreaktionen erforderlichen Enzyme 25-Hydroxylase und 25-Hydroxyvitamin1α-Hydroxylase. Zwar ist das für den Transport verantwortliche Vitamin-D-Bindungsprotein noch nicht in Pflanzen nachgewiesen worden, jedoch wurde ein ähnliches Protein für 1,25(OH)2D3 in der wachsartigen Blattkirsche (Solanum glaucophyllum), einem Nachtschattengewächs, identifiziert. Dies deutet darauf hin, dass ähnliche Wirkmechanismen auch in Pflanzen existieren [5].
Wie bereits erwähnt, wird Vitamin D in erster Linie bei UV-B-Exposition synthetisiert. Vitamin D3 und die hydroxylierten Metaboliten 25(OH)D3 und 1,25(OH)2D3 sind in Blättern der Tomatenpflanze, der wachsartigen Blattkirsche und der Paprikapflanze nach UV-Bestrahlung nachgewiesen worden [6]. Interessanterweise konnten Jäpelt und Kollegen dieselben Metaboliten auch in den Blättern dieser Pflanzen nachweisen, wenn sie keiner UV-Behandlung unterzogen worden waren oder gar im Dunkeln wuchsen, was auch andere Forscher bei Solanum glaucophyllum beobachtet haben [7-9]. Es scheint also Ähnlichkeiten mit dem Menschen zu geben im Hinblick auf die erforderliche UV-Bestrahlung für die Vitamin-D-Synthese, aber auch z.B. den Unterschied, dass einige Pflanzen selbst ohne UV-Strahlung Vitamin D synthetisieren können. In letzterem Fall führt eine ergänzende UV-Bestrahlung zu höheren Konzentrationen von Vitamin-D-Metaboliten. Dies entspricht dem, was wir über Pilze wissen, die auch nach der Ernte weiterhin Vitamin D2 bilden, insbesondere wenn sie UV-Strahlung ausgesetzt sind [10].
Die analytischen Methoden zur Messung von Vitamin D und seinen Metaboliten in Pflanzen unterscheiden sich etwas von denen in der klinischen Chemie. Bei der Analyse von Pflanzen steht oft die Suche nach neuen Vitamin-D-haltigen Gewächsen im Mittelpunkt, während klinische Tests meist spezifische Vitamin-D-Zielmetabolite quantifizieren. An dieser Stelle ist es sinnvoll, die Herausforderungen der klinischen und der pflanzlichen Analytik sowie den Stand der Technik der Vitamin-D-Analyse in beiden Bereichen gegenüberzustellen.
Klinische Messungen haben sich hauptsächlich auf die genaue Quantifizierung von 25(OH)D als Standardmarker konzentriert, wobei es ausgefeilte Harmonisierungs- und Standardisierungssysteme gibt, die einen weltweiten Vergleich der Ergebnisse ermöglichen. Auch wurden Anstrengungen unternommen, um Vitamin-D-Daten aus früheren Studien rückwirkend zu validieren, indem übrig gebliebene Proben erneut analysiert und die Ergebnisse entsprechend angepasst wurden. Darüber hinaus werden hochentwickelte analytische Assays zur gleichzeitigen Quantifizierung mehrerer Vitamin-D-Metabolite per Massenspektrometrie inzwischen routinemäßig zur Untersuchung der Rolle von Vitamin D für Gesundheit und Krankheit des Menschen eingesetzt [11,12].
Das native Vitamin D hingegen wird meist nicht in klinische Vitamin-D-Tests einbezogen. Bei Pflanzen ist die Situation jedoch anders, wo in der Regel ausschließlich Vitamin D analysiert wird. Es gibt standardisierte Methoden für Vitamin D in Lebensmitteln, z.B. von AOAC International: Cholecalciferol (Vitamin D3) in ausgewählten Lebensmitteln [13], und solche Analyseprotokolle können als Grundlage zur Bestimmung von Vitamin D in Pflanzen dienen.
Während die instrumentelle Analytik der meisten Vitamin-D-Bestimmungsmethoden für klinische und pflanzliche Analysen sehr ähnlich ist, unterscheidet sich der Schritt der Probenvorbereitung in der Regel erheblich, und zwar aufgrund des unterschiedlichen physikalischen Zustands der üblicherweise zu analysierenden Proben (flüssiges Serum/Plasma bzw. festes Pflanzenmaterial) und der Bindung der Vitamin-D-Verbindungen an das Matrixmaterial (proteingebunden bei klinischen Proben bzw. glykosyliert, verestert oder acetyliert bei Pflanzenmaterial).
Bei Pflanzenmaterial müssen die aktiven Vitamin-D-Verbindungen aus dem Trägermaterial herausgelöst werden, z.B. durch Verseifung und Hydrolyse [14], ähnlich wie bei der Proteinpräzipitation von Plasma bzw. Serum [15]. Die freigesetzten Vitamin-D-Verbindungen werden dann extrahiert, z.B. mittels unpolarer organischer Lösungsmittel per Flüssig/Flüssig-Extraktion oder durch Festphasenextraktion [6].
Abb. 2 LC-MS/MS-Analyse einer Avocadoprobe. Obere Hälfte, 25(OH)D und Vitamin D. Untere Hälfte, Isotopenstandard-Signale von 25(OH)D und Vitamin D (die gezeigten Analysen wurden im Labor der Autoren dieses Artikels durchgeführt).
Für die instrumentelle Analyse wurden in der Vergangenheit GC-MS und HPLC-UV eingesetzt, jedoch haben in der klinischen Praxis wesentlich ausgefeiltere LC-MS/MS-Methoden diese Technologien inzwischen vollständig ersetzt, so dass mehrere Vitamin-D-Verbindungen gleichzeitig mit höherer Sensitivität und Spezifität analysiert werden können [11,12]. Ein ähnlicher Trend ist bei analytischen Verfahren im Pflanzenbereich zu beobachten [16]. Ein Beispiel für die LC-MS/MS-Analyse von Avocados zeigt Abbildung 2. Die für klinische Proben häufig eingesetzten Immunoassays für 25(OH)D und 1,25(OH)2D finden im Pflanzenbereich seltener Anwendung.
LC-MS/MS-Methoden haben in den letzten Jahren ihr Potenzial in der Vitamin-D-Analytik deutlich aufgezeigt. Trotz starker Matrixeffekte weisen sie eine hohe Genauigkeit und Präzision auf, da zur Kalibrierung interne Standards mit stabilen Isotopen verwendet werden können. Es stehen diverse LC-MS/MS-Methoden zur Verfügung (z.B. ESI- und APCI-Ionisierung), die sich an das untersuchte Pflanzenmaterial anpassen lassen [1]. Hochauflösende Massenspektrometer wie Orbitrap- und TOF-Geräte halten rasch Einzug in klinische Routinelabors, und dasselbe wird für die Pflanzenforschung erwartet.
Vitamin-D-Metabolite sind in den Blättern von Pflanzen nachgewiesen worden, insbesondere aus der Familie der Nachtschattengewächse. Diese Blätter können giftig sein und sind daher keine brauchbaren pflanzlichen Vitamin-D-Quellen. Ob auch essbare Früchte von Pflanzen, z.B. aus der Familie der Nachtschattengewächse, Vitamin D enthalten, ist noch ungeklärt. Außerdem ist zu beachten, dass 1,25(OH)2D, der aktivste Vitamin-D-Metabolit, in hohen Konzentrationen toxisch ist, weshalb Pflanzenprodukte mit einem hohen Gehalt dieses Metaboliten für den menschlichen Verzehr ungeeignet sind. Was bedeutet dies für die Möglichkeiten Vitamin D pflanzlichen Ursprungs zu nutzen? Wir sind noch weit davon entfernt, das Gesamtbild zu verstehen. Weitere Erkenntnisse über die Rolle von Vitamin D in Pflanzen sind erforderlich. Wir wissen, dass es in den Blättern bestimmter Pflanzen nachgewiesen wurde, aber es bleibt abzuwarten, ob die essbaren Früchte ebenfalls Vitamin D enthalten, wie hoch die nachweisbaren Mengen der verschiedenen Vitamin-D-Metabolite in Pflanzen sind, ob diese Mengen sie für den menschlichen Verzehr geeignet machen und welche Rolle das UV-Licht (bzw. dessen Fehlen) im Vitamin-D-Stoffwechsel von Pflanzen spielt. Wir hoffen weitere Teile dieses Puzzles zu entschlüsseln.
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Kategorie: Ernährungsforschung | Vitamin D
Literatur:
[1] Bouillon R, Carmeliet G, Lieben L et al. Vitamin D and energy homeostasis: of mice and men. Nat Rev Endocrinol. 2014;10(2):79-87. DOI: 10.1038/nrendo.2013.226
[2] Cashman KD, Dowling KG, Škrabáková Z et. al. Vitamin D deficiency in Europe: pandemic? Am J Clin Nutr. 2016;103(4):1033-44. DOI: 10.3945/ajcn.115.120873
[3] Esparza MS, Vega M, Boland RL. Synthesis and composition of vitamin D3 metabolites in Solanum malacoxylon. Biochim Biophys Acta. 1982;719:633-640. DOI: 10.1016/0304-4165(82)90254-9
[4] Hughes MR, McCain TA, Chang SY et al. Presence of 1,25 dihydroxyvitamin D3-glycoside in the calcinogenic plant Cestrum diurnum. Nature. 1977;268:347-349. DOI: 10.1038/268347a0
[5] Milanesi L, Boland R. Presence of vitamin D3 receptor (VDR)-like proteins in Solanum glaucophyllum. Physiol Plant 2006;128:341-350.
[6] Jäpelt RB, Silvestro D, Smedsgaard J et al. Quantification of vitamin D3 and its hydroxylated metabolites in waxy leaf nightshade (Solanum glaucophyllum Desf.), tomato (Solanum lycopersicum L.) and bell pepper (Capsicum annuum L.). Food Chem. 2013;138(2-3):1206-11. DOI: 10.1016/j.foodchem.2012.11.064
[7] Curino A, Skliar M, Boland, R. Identification of 7-dehydrocholesterol, vitamin D3, 25(OH)-vitamin D3 and 1,25(OH)2-vitamin D3 in Solanum glaucophyllum cultures grown in absence of light. Biochim Biophys Acta 1998;1425:485-492. DOI: 10.1016/s0304-4165(98)00103-2
[8] Weissenberg M, Levy A, Wasserman RH. Distribution of calcitriol activity in Solanum glaucophyllum plants and cell cultures. Phytochemistry 1989;28:795-798.
[9] Curino A, Milanesi L, Benassati S et al. Effect of culture conditions on the synthesis of vitamin D3 metabolites in Solanum glaucophyllum grown in vitro. Phytochemistry 2001;58:81-89. DOI: 10.1016/s0031-9422(01)00090-5
[10] Simon RR, Phillips KM, Horst RL, Munro IC. Vitamin D mushrooms: Comparison of the composition of button mushrooms (Agaricus bisporus) treated postharvest with UVB light or sunlight. J Agric Food Chem. 2011;59:8724-8732. DOI: 10.1021/jf201255b
[11] Volmer DA, Mendes LRBC, Stokes CS. Analysis of vitamin D metabolic markers by mass spectrometry: current techniques, limitations of the “gold standard” method, and anticipated future directions. Mass Spectrom Rev. 2015;35:2-23. DOI: 10.1002/mas.21408
[12] Müller MJ, Volmer DA. Mass spectrometric profiling of vitamin D metabolites beyond 25-hydroxyvitamin D. Clin Chem. 2015;61:1033-1048. DOI: 10.1373/clinchem.2015.241430
[13] AOAC International. Cholecalciferol (vitamin D3) in selected foods. In Official Methods of Analysis of AOAC International, 20th ed.; AOAC International: Atlanta, GA, USA, 2016.
[14] Jäpelt RB, Jakobsen J. Vitamin D in plants: a review of occurrence, analysis, and biosynthesis. Front. Plant Sci. 2013;4:136. DOI: 10.3389/fpls.2013.00136
[15] Vogeser M, Kyriatsoulis A, Huber E et al. Candidate reference method for the quantification of circulating 25-hydroxyvitamin D3 by liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Clin. Chem. 2004; 50:1415-1417. DOI: 10.1373/clinchem.2004.031831
[16] Black LJ, Lucas RM, Sherriff JL et al. In pursuit of vitamin D in plants. Nutrients 2017;9:136. DOI: 10.3390/nu9020136
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