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Aussagen zur toxikologischen Wirkung von Chemikalien und pharmazeutischen Erzeugnissen müssen vor Markteinführung erfasst werden. Dabei spielten bis heute Tierversuche eine wichtige Rolle, diese gilt es jedoch zu vermeiden und die Tests stattdessen in organoiden Zellkultursystemen mit hoher Validität durchzuführen. An der Leipziger Universitätsmedizin wurde zusammen mit dem Industriepartner KET eine innovative Geometrie für Zellkulturträgersysteme entwickelt: Auf einem 3D-Silikongitter siedeln sich menschliche Stammzellen an und agieren in vitro so, wie sie es auch im menschlichen Körper tun.

Kultursystem für optimales Zellwachstum

Derzeit verfügbare Zellkultursysteme haben aufgrund ihrer Zweidimensionalität den wesentlichen Nachteil, das funktionierende Organsystem nur ungenügend abzubilden, da die räumliche Orientierung fehlt. Doch Zellen wachsen im Körper in Verbänden und Organen heran und die sind dreidimensional und nicht flach. So verlieren zum Beispiel Leberzellen während der konventionellen 2D-Kultur sehr schnell ihre Funktionalität. Die detaillierte Erfassung der Wirkung von Substanzen, beeinflusst durch den hepatischen Stoffwechsel, ist durch die fehlenden Stimuli des In-vivo-Milieus, eingeschränkt [1, 2]. Zur Schaffung einer dreidimensionalen Kulturumgebung gehört auch die Berücksichtigung von physikalisch-chemischem und mechanischen Signalen für die Zellen, wie zum Beispiel der Sauerstoffkonzentration oder der Trägermaterialsteifigkeit [3, 4].

Im Forschungsverbund aus der universitären Arbeitsgruppe Angewandte Molekulare Hepatologie und der KET GmbH wurden diese Voraussetzungen für eine erfolgreiche Etablierung einkalkuliert. Experimentell wurde eine neue silikonbasierte 3D-Zellkulturstruktur entwickelt, um optimale Bedingungen für das Wachstum der Zellen außerhalb des Organismus zu schaffen [5].

Abb. 1 3D-Druck. Schema der Herstellung eines Silikonscaffolds mittels 3D-Druckers im Labormaßstab

Zu Beginn der Arbeit stand die Recherche nach geeignetem Silikon. Dieser Werkstoff bietet sich aufgrund seiner vielseitigen Eigenschaften sehr gut an. Durch das mannigfaltige Angebot etablierter Anbieter sind Zulassungen und Zertifikate u.a. für Medizinprodukte kein Problem, denn negative Einflüsse des Silikons auf die Zellen sind nicht erwünscht. Die Biokompatibilität war also eine Mindestvoraussetzung für weitere Untersuchungen. Für die Auswahl des Materials war auch die Verarbeitbarkeit mittels 3D-Drucker von hoher Bedeutung (siehe Abb. 1), um die feinen Strukturen mit Einsatz der KET-eigenen Technologie erzeugen zu können. Hier galt es beispielsweise, den Spagat zwischen möglichst elastischer und formstabiler Verarbeitung zu finden.

Bei der Auslegung der Architektur des Kultursystems war die Anforderung, den biologischen Maßstab möglichst genau abzubilden. Die Struktur wurde so gestaltet, dass bei der Nutzung bestehender, standardmäßiger Well-Platten eine große, effektive Funktionsoberfläche generiert wird, die um ein Vielfaches höher ist und den Zellen damit mehr Platz zu wachsen bietet. Gleichzeitig wird eine Versorgung mit Sauerstoff ermöglicht, unwirksame Todräume gibt es nicht, wodurch der Stoffwechsel der Zellen gesichert ist.

Vorteile der 3D-Zellkultur

Abb. 2 Differenzierung von humanen mesenchymalen Stromazellen auf dem dreidimensionalen Silikonscaffold. A) Mikroskopische Aufnahme von dreidimensionalen Zellstrukturen nach osteogener Differenzierung, B) Schema der Ausbildung leberspezifischer Parameter nach hepatogener Differenzierung, C) Mikroskopische Aufnahme eines 3D-Zellclusters undifferenzierter humaner mesenchymaler Stromazellen

Auf Basis von in der Gruppe erarbeiteten Protokollen [6] ist es möglich, humane mesenchymale Stromazellen (MSC) aus dem Fettgewebe zu isolieren und diese auf den silikonbasierten 3D-Zellkulturstrukturen zu differenzieren, wie in der Abbildung 2 verdeutlicht. Die humanen MSC differenzierten auf den 3D-Strukturen so, dass sie wie organische Zellen im Körper agieren. Die Zellen besiedeln die 3D-Struktur und bilden dabei selbst dreidimensionale Zellstrukturen. Somit können sie auf Differenzierungssignale besser reagieren als in der konventionellen 2D-Kultur. Die aus MSC differenzierten Leberzellen konnten auf der 3D-Silikonstruktur ihre Funktionen signifikant verbessern im Vergleich zu den Zellen, die in einer 2D-Kultur differenziert wurden. Das bedeutet: Die leberähnlichen Zellen konnten besser die Proteine synthetisieren, die normalerweise in der Leber synthetisiert werden. Untersucht wurden hierfür die Harnstoffsyntheseraten der Zellen und die Cytochrom-P450-Enzymaktivitäten sowie die Synthese von Albumin. Auch die Knochendifferenzierung gelang hier besser als in einer 2D-Kultur.

Anwendungspotenziale

Die 3D-Trägersysteme schaffen optimale Umgebungsbedingungen für die Kultivierung und Expansion von adhärenten Zellen bis hin zur gerichteten Differenzierung von Stammzellen sowie der Optimierung der Funktionalität. Der Prozess ist so flexibel, dass zellspezifische Anpassungen hinsichtlich Strukturgeometrie, wie Strangstärke und Porengröße, schnell durchgeführt werden können und somit ein breites Einsatzspektrum des Zellkultursystems möglich ist. Der Wirkungsgrad zellbiologischer Experimente kann damit gesteigert werden. Das entwickelte Zellkulturmodell wird Vorhersagen über die Machbarkeit von Neuentwicklungen im Bereich der Medizin und Arzneimittel erlauben, in breiter Anwendung einsetzbar sein und so zur Verminderung von Tierversuchen beitragen.

Fazit/Ausblick

Mit dem biologischen Modell entstehen so Synergien zwischen Wissenschaft und Wirtschaft, die zur erheblichen Fokussierung von finanziellen und zeitlichen Ressourcen bei der Neuentwicklung von medizinischen Verfahren und Pharmaka führen können. Dies unterstreicht die wissenschaftliche und klinische Bedeutung dieses richtungsweisenden Forschungsergebnisses. Zusätzlich kann man davon ausgehen, dass sich aus diesem innovativen Forschungsgebiet neue Impulse für Zelltherapieansätze in der regenerativen Medizin zur Behandlung von Organversagen oder Gewebsersatz ableiten.

Danksagung

Die Erarbeitung der Ergebnisse wurde gefördert durch Mittel des Landes Sachsen und des Europäischen Fonds für regionale Entwicklung (EFRE).

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Kategorie: Biomedizin | 3D-Zellkultur

Literatur:
[1] Bachmann, A., Moll, M., Gottwald, E., Nies, C. et al. (2015) 3D cultivation techniques for primary human hepatocytes, Microarrays (Basel), 4, 64-83, DOI: 10.3390/microarrays4010064
[2] Godoy, P., Hewitt, N.J., Albrecht, U., Andersen, M.E. et al. (2013) Recent advances in 2D and 3D in vitro systems using primary hepatocytes, alternative hepatocyte sources and non-parenchymal liver cells and their use in investigating mechanisms of hepatotoxicity, cell signaling and ADME, Arch. Toxicol., 87, 1315-530, DOI: 10.1007/s00204-013-1078-5
[3] Nelson, C.M., Bissell, M.J. (2005) Modeling dynamic reciprocity: engineering three-dimensional culture models of breast architecture, function, and neoplastic transformation, Semin. Cancer Biol., 15, 342-52, DOI: 10.1016/j.semcancer.2005.05.001
[4] Reilly, G.C., Engler, A.J. (2010) Intrinsic extracellular matrix properties regulate stem cell differentiation, J. Biomech., 43, 55-62, DOI: 10.1016/j.jbiomech.2009.09.009
[5] Stock, P., Meltke, M., Hildebrand, J., Böttcher, G. et al. (2019) Human adipose tissue-derived mesenchymal stromal cells for the verification of silicone-Based cell culture systems, FASEB J., 33, 802.2-802.2, https://www.fasebj.org/doi/abs/10.1096/fasebj.2019.33.1_supplement.802.2, 2019 Apr 1, accessed on 2019 Nov 27
[6] Stock, P., Bruckner, S., Ebensing, S., Hempel, M. et al. (2010) The generation of hepatocytes from mesenchymal stem cells and engraftment into murine liver, Nat. Protoc., 5, 617-27, DOI: 10.1038/nprot.2010.7

Publikationsdatum: 02.12.2019

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    Dr. Peggy Stock

    Peggy Stock, Jahrgang 1976, studierte an der Martin-Luther-Universität Halle-Wittenberg Biologie und promovierte im Jahr 2005. Seit ihrer Rückkehr von einem Forschungsaufenthalt an der University of Pittsburgh (USA) arbeitet sie in der Arbeitsgruppe Angewandte Molekulare Hepatologie um Prof ... mehr

    Dr. Katja Schellenberg

    Jg. 1984, absolvierte ihren Bachelor of Science in Molekularer Biotechnologie an der Technischen Univer­sität Dresden, bevor sie 2009 im internationalen Studiengang „Molecular Medicine“ der Charité Berlin mit dem Master of Science graduierte. Gefördert durch ein Charité-Stipendium erfolgte ... mehr

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